Shigellae

La dysenterie est une maladie infectieuse caractérisée par une intoxication générale, une diarrhée et une lésion spécifique de la muqueuse du gros intestin. C'est l'une des maladies intestinales aiguës les plus courantes au monde. Connue depuis l'Antiquité sous le nom de « diarrhée sanglante », la dysenterie a pris une autre forme. En 1875, le scientifique russe F.A. Lesh a isolé l'amibe Entamoeba histolytica d'un patient souffrant de diarrhée sanglante. Au cours des 15 années suivantes, cette maladie a acquis son indépendance, conservant ainsi le nom d'amibiase.

Les agents responsables de la dysenterie proprement dite constituent un vaste groupe de bactéries biologiquement similaires, regroupées au sein du genre Shigella. L'agent responsable a été découvert pour la première fois en 1888 par A. Chantemes et F. Vidal; en 1891, il a été décrit par A. V. Grigoriev, et en 1898, K. Shiga, à partir du sérum d'un patient, l'a identifié chez 34 patients dysentérique, prouvant ainsi le rôle étiologique de cette bactérie. Cependant, au cours des années suivantes, d'autres agents responsables de la dysenterie ont été découverts: en 1900 par S. Flexner, en 1915 par K. Sonne, en 1917 par K. Stutzer et K. Schmitz, en 1932 par J. Boyd, en 1934 par D. Large, et en 1943 par A. Sax.

Actuellement, le genre Shigella comprend plus de 40 sérotypes. Tous sont de courts bâtonnets à Gram négatif, immobiles, qui ne forment ni spores ni capsules et se développent bien sur des milieux nutritifs ordinaires. Ils ne se développent pas sur un milieu pauvre en citrate ou malonate comme seule source de carbone. Ils ne forment pas de H₂S et ne possèdent pas d'uréase. La réaction de Voges-Proskauer est négative. Ils fermentent le glucose et certains autres glucides pour former de l'acide sans gaz (à l'exception de certains biotypes de Shigella flexneri: S. manchester et S. newcastle). En règle générale, ils ne fermentent pas le lactose (à l'exception de Shigella Sonnei), l'adonitol, la salicine et l'inositol, ne liquéfient pas la gélatine, forment généralement de la catalase, et ne possèdent pas de lysine décarboxylase ni de phénylalanine désaminase. La teneur en G + C de l'ADN est de 49 à 53 mol %. Les Shigella sont des anaérobies facultatifs. Leur température optimale de croissance est de 37 °C. Elles ne se développent pas au-dessus de 45 °C. Le pH optimal du milieu est de 6,7 à 7,2. Sur milieu dense, les colonies sont rondes, convexes et translucides; en cas de dissociation, des colonies rugueuses de forme R se forment. Sur MPB, la croissance se présente sous forme de turbidité uniforme, les formes rugueuses formant un sédiment. Les cultures fraîchement isolées de Shigella Sonnei forment généralement deux types de colonies: petites, rondes, convexes (phase I), grandes, plates (phase II). La nature de la colonie dépend de la présence (phase I) ou de l'absence (phase II) d'un plasmide de 120 mm MD, qui détermine également la virulence de Shigella Sonnei.

La classification internationale des Shigella est basée sur leurs caractéristiques biochimiques (Shigella non fermentant le mannitol, fermentant le mannitol, fermentant lentement le lactose) et les caractéristiques de leur structure antigénique.

Les Shigella possèdent des antigènes O de spécificité variable: communs à la famille des Enterobacteriaceae, génériques, spécifiques à l'espèce, au groupe et au type, ainsi que des antigènes K; ils n'ont pas d'antigènes H.

La classification ne prend en compte que les antigènes O spécifiques de groupe et de type. Selon ces caractéristiques, le genre Shigella est divisé en 4 sous-groupes, ou 4 espèces, et comprend 44 sérotypes. Le sous-groupe A (espèce Shigella dysenteriae) comprend les shigelles qui ne fermentent pas le mannitol. L'espèce comprend 12 sérotypes (1-12). Chaque sérotype possède son propre antigène de type spécifique; les liens antigéniques entre les sérotypes, ainsi qu'avec d'autres espèces de shigelles, sont faiblement exprimés. Le sous-groupe B (espèce Shigella flexneri) comprend les shigelles qui fermentent généralement le mannitol. Les Shigella de cette espèce sont sérologiquement apparentées les unes aux autres: elles contiennent des antigènes spécifiques de type (I-VI), par lesquels elles sont divisées en sérotypes (1-6/' et des antigènes de groupe, qui se trouvent dans des compositions différentes dans chaque sérotype et par lesquels les sérotypes sont divisés en sous-sérotypes. De plus, cette espèce comprend deux variantes antigéniques - X et Y, qui n'ont pas d'antigènes de type, elles diffèrent par des ensembles d'antigènes de groupe. Le sérotype S.flexneri 6 n'a pas de sous-sérotypes, mais il est divisé en 3 types biochimiques par les caractéristiques de la fermentation du glucose, du mannitol et du dulcitol.

L'antigène lipopolysaccharidique O présent chez toutes les espèces de Shigella flexneri contient l'antigène de groupe 3, 4 comme structure primaire principale; sa synthèse est contrôlée par un gène chromosomique localisé près du locus his. Les antigènes spécifiques de type I, II, IV, V et les antigènes de groupe 6, 7, 8 résultent de la modification des antigènes 3, 4 (glycosylation ou acétylation) et sont déterminés par les gènes des prophages de conversion correspondants, dont le site d'intégration est situé dans la région lac-pro du chromosome de Shigella.

Le nouveau sous-sérotype S.flexneri 4 (IV:7, 8), apparu dans le pays dans les années 1980 et qui s'est répandu, diffère des sous-sérotypes 4a (IV;3,4) et 4b (IV:3, 4, 6), et est issu du variant S.flexneri Y (IV:3, 4) à la suite de sa lysogénisation par conversion des prophages IV et 7, 8.

Le sous-groupe C (espèce Shigella boydix) comprend les shigelles qui fermentent généralement le mannitol. Les membres de ce groupe sont sérologiquement distincts les uns des autres. Les liens antigéniques au sein de l'espèce sont faibles. L'espèce comprend 18 sérotypes (1-18), chacun possédant son propre antigène principal.

Le sous-groupe D (espèce Shigella sonnei) comprend les shigelles qui fermentent généralement le mannitol et sont capables de fermenter lentement (après 24 heures d'incubation et plus) le lactose et le saccharose. L'espèce S. sonnei comprend un sérotype, mais les colonies des phases I et II possèdent leurs propres antigènes spécifiques. Deux méthodes ont été proposées pour la classification intraspécifique de Shigella sonnei:

• en les divisant en 14 types et sous-types biochimiques selon leur capacité à fermenter le maltose, le rhamnose et le xylose;
• division en types de phages en fonction de la sensibilité à un ensemble de phages correspondants.

Ces méthodes de typage ont principalement une importance épidémiologique. De plus, Shigella Sonnei et Shigella Flexneri sont typées dans le même but par leur capacité à synthétiser des colicines spécifiques (génotypage des colicines) et par leur sensibilité aux colicines connues (colicinotypage). Pour déterminer le type de colicines produites par Shigella, J. Abbott et R. Shannon ont proposé des ensembles de souches typiques et indicatrices de Shigella, et pour déterminer la sensibilité de Shigella aux types connus de colicines, l'ensemble de souches colicinogènes de référence de P. Frederick est utilisé.

[ 1 ], [ 2 ], [ 3 ], [ 4 ], [ 5 ], [ 6 ]

Résistance à Shigella

Les Shigella présentent une résistance relativement élevée aux facteurs environnementaux. Elles survivent sur les tissus en coton et le papier pendant 0 à 36 jours, dans les excréments séchés jusqu'à 4 à 5 mois, dans le sol jusqu'à 3 à 4 mois, dans l'eau jusqu'à 0,5 à 3 mois, sur les fruits et légumes jusqu'à 2 semaines, dans le lait et les produits laitiers jusqu'à plusieurs semaines; à une température de 60 °C, elles meurent en 15 à 20 minutes. Elles sont sensibles aux solutions de chloramine, au chlore actif et aux autres désinfectants.

Facteurs de pathogénicité de Shigella

La principale propriété biologique des shigelles, déterminant leur pathogénicité, est leur capacité à pénétrer dans les cellules épithéliales, à s'y multiplier et à provoquer leur mort. Cet effet peut être détecté par un test kératoconjonctival (l'introduction d'une anse de culture de shigelles (2 à 3 milliards de bactéries) sous la paupière inférieure d'un cobaye provoque le développement d'une kératoconjonctivite séreuse-purulente), ainsi que par l'infection de cultures cellulaires (effet cytotoxique), d'embryons de poulet (mort), ou par voie intranasale de souris blanches (développement d'une pneumonie). Les principaux facteurs de pathogénicité des shigelles peuvent être classés en trois groupes:

• facteurs déterminant l’interaction avec l’épithélium de la muqueuse;
• facteurs qui assurent la résistance aux mécanismes de défense humorale et cellulaire du macroorganisme et la capacité de Shigella à se reproduire dans ses cellules;
• la capacité de produire des toxines et des produits toxiques qui provoquent le développement du processus pathologique lui-même.

Le premier groupe comprend les facteurs d'adhésion et de colonisation: leur rôle est joué par les pili, les protéines de la membrane externe et les LPS. L'adhésion et la colonisation sont favorisées par des enzymes qui détruisent le mucus: la neuraminidase, la hyaluronidase et la mucinase. Le second groupe comprend les facteurs d'invasion qui favorisent la pénétration de Shigella dans les entérocytes et leur reproduction dans ces derniers et dans les macrophages, avec la manifestation simultanée d'un effet cytotoxique et (ou) entérotoxique. Ces propriétés sont contrôlées par les gènes du plasmide mm 140 MD (qui code pour la synthèse des protéines de la membrane externe responsables de l'invasion) et les gènes chromosomiques de Shigella: kcr A (responsable de la kératoconjonctivite), cyt (responsable de la destruction cellulaire), ainsi que d'autres gènes non encore identifiés. La protection de Shigella contre la phagocytose est assurée par l'antigène K de surface, les antigènes 3 et 4 et le lipopolysaccharide. De plus, le lipide A de l’endotoxine de Shigella a un effet immunosuppresseur: il supprime l’activité des cellules mémoires immunitaires.

Le troisième groupe de facteurs de pathogénicité comprend l'endotoxine et deux types d'exotoxines présentes chez Shigella: les exotoxines Shiga et Shiga-like (SLT-I et SLT-II), dont les propriétés cytotoxiques sont particulièrement prononcées chez S. dysenteriae. Des toxines Shiga et Shiga-like ont également été trouvées chez d'autres sérotypes de S. dysenteriae; elles sont également produites par S. flexneri, S. sonnei, S. boydii, EHEC et certaines salmonelles. La synthèse de ces toxines est contrôlée par les gènes tox des phages de conversion. Des entérotoxines de type LT ont été trouvées chez Shigella flexneri, sonnei et boydii. La synthèse de LT chez ces toxines est contrôlée par des gènes plasmidiques. L'entérotoxine stimule l'activité de l'adénylate cyclase et est responsable du développement de la diarrhée. La toxine Shiga, ou neurotoxine, ne réagit pas avec le système adénylate cyclase, mais a un effet cytotoxique direct. Les toxines Shiga et Shiga-like (SLT-I et SLT-II) ont un poids moléculaire de 70 kDa et sont constituées des sous-unités A et B (cette dernière étant composée de 5 petites sous-unités identiques). Le récepteur de ces toxines est un glycolipide de la membrane cellulaire. La virulence de Shigella sonnei dépend également d'un plasmide de poids moléculaire de 120 MDa. Il contrôle la synthèse d'environ 40 polypeptides de la membrane externe, dont sept sont associés à la virulence. Shigella sonnei avec ce plasmide forme des colonies de phase I et est virulente. Les cultures ayant perdu le plasmide forment des colonies de phase II et sont dépourvues de virulence. Des plasmides de poids moléculaire de 120 à 140 MDa ont été trouvés chez Shigella flexneri et Boyd. Le lipopolysaccharide de Shigella est une endotoxine puissante.

[ 7 ], [ 8 ], [ 9 ], [ 10 ], [ 11 ], [ 12 ], [ 13 ]

Immunité post-infectieuse

Comme l'ont montré des observations sur des singes, après une dysenterie, une immunité forte et relativement durable persiste. Elle est due aux anticorps antimicrobiens, aux antitoxines et à l'activité accrue des macrophages et des lymphocytes T. L'immunité locale de la muqueuse intestinale, médiée par les IgA, joue un rôle important. Cependant, l'immunité est spécifique au type de virus et il n'existe pas d'immunité croisée forte.

Épidémiologie de la dysenterie

La source d'infection est exclusivement humaine. Aucun animal dans la nature ne souffre de dysenterie. En conditions expérimentales, la dysenterie ne se reproduit que chez le singe. Le mode d'infection est féco-oral. Les voies de transmission sont l'eau (principalement pour Shigella flexneri), l'alimentation, le lait et les produits laitiers jouant un rôle particulièrement important (voie d'infection prédominante pour Shigella sonnei), et le contact familial, notamment pour l'espèce S. dysenteriae.

L'épidémiologie de la dysenterie se caractérise par l'évolution de la composition spécifique des agents pathogènes, ainsi que des biotypes Sonne et des sérotypes Flexner dans certaines régions. Par exemple, jusqu'à la fin des années 1930, S. dysenteriae 1 représentait 30 à 40 % de tous les cas de dysenterie, puis ce sérotype a commencé à se raréfier et a quasiment disparu. Cependant, dans les années 1960-1980, S. dysenteriae est réapparu sur la scène historique et a provoqué une série d'épidémies qui ont conduit à la formation de trois foyers hyperendémiques: en Amérique centrale, en Afrique centrale et en Asie du Sud (Inde, Pakistan, Bangladesh et autres pays). Les raisons de cette évolution de la composition spécifique des agents pathogènes de la dysenterie sont probablement liées à l'évolution de l'immunité collective et aux modifications des propriétés des bactéries responsables de la dysenterie. En particulier, le retour de S. dysenteriae 1 et sa large distribution, qui ont provoqué la formation de foyers hyperendémiques de dysenterie, sont associés à son acquisition de plasmides qui ont provoqué une résistance multiple aux médicaments et une virulence accrue.

[ 14 ], [ 15 ], [ 16 ], [ 17 ], [ 18 ], [ 19 ], [ 20 ]

Symptômes de la dysenterie

La période d'incubation de la dysenterie est de 2 à 5 jours, parfois moins d'un jour. La formation d'un foyer infectieux dans la muqueuse du côlon descendant (sigmoïde et rectum), où l'agent pathogène pénètre, est cyclique: adhésion, colonisation, pénétration de shigella dans le cytoplasme des entérocytes, leur multiplication intracellulaire, destruction et rejet des cellules épithéliales, libération d'agents pathogènes dans la lumière intestinale; ensuite, un autre cycle commence: adhésion, colonisation, etc. L'intensité des cycles dépend de la concentration d'agents pathogènes dans la couche pariétale de la muqueuse. Suite à des cycles répétés, le foyer inflammatoire se développe, les ulcères qui en résultent, se rejoignant, augmentent l'exposition de la paroi intestinale, entraînant l'apparition de sang, de nodules mucopurulents et de leucocytes polynucléaires dans les selles. Les cytotoxines (SLT-I et SLT-II) provoquent la destruction cellulaire, les entérotoxines, la diarrhée, et les endotoxines, une intoxication générale. Le tableau clinique de la dysenterie est largement déterminé par le type d'exotoxines produites par l'agent pathogène, son degré d'allergénicité et le statut immunitaire de l'organisme. Cependant, de nombreux aspects de sa pathogenèse restent flous, notamment: l'évolution de la dysenterie chez les enfants de moins de deux ans, les raisons du passage d'une dysenterie aiguë à une dysenterie chronique, l'importance de la sensibilisation, le mécanisme de l'immunité locale de la muqueuse intestinale, etc. Les manifestations cliniques les plus typiques de la dysenterie sont la diarrhée, des envies fréquentes (jusqu'à 50 fois par jour ou plus dans les cas graves), le ténesme (spasmes douloureux du rectum) et une intoxication générale. La nature des selles est déterminée par le degré d'atteinte du côlon. La forme la plus grave de dysenterie est causée par S. dysenteriae 1, la plus bénigne est la dysenterie de Sonne.

Diagnostic en laboratoire de la dysenterie

La principale méthode est bactériologique. Le matériel d'étude est constitué de matières fécales. Le schéma d'isolement du pathogène consiste à ensemencer les colonies isolées sur des milieux diagnostiques différentiels Endo et Ploskirev (en parallèle sur milieu d'enrichissement, puis sur milieux Endo et Ploskirev), puis à obtenir une culture pure, à étudier ses propriétés biochimiques et, compte tenu de ces dernières, à les identifier à l'aide de sérums agglutinants diagnostiques polyvalents et monovalents. Les sérums commerciaux suivants sont produits.

Pour les Shigella qui ne fermentent pas le mannitol:

• à S. dysenteriae 1 et 2 (polyvalent et monovalent),
• à S. dysenteriae 3-7 (polyvalent et monovalent),
• à S. dysenteriae 8-12 (polyvalent et monovalent).

Pour le mannitol fermentant Shigella: pour les antigènes typiques de S. flexneri I, II, III, IV, V, VI, pour les antigènes de groupe de S. flexneri 3, 4, 6, 7, 8 - polyvalents, pour les antigènes de S. boydii 1-18 (polyvalents et monovalents), pour les antigènes de S. sonnei phase I, phase II, pour les antigènes de S. flexneri I-VI + S. sonnei - polyvalents.

Pour une identification rapide de Shigella, la méthode suivante est recommandée: une colonie suspecte (lactose-négative sur milieu Endo) est réensemencée sur un milieu TSI (triple sucre fer) - une gélose à trois sucres (glucose, lactose, saccharose) avec du fer pour déterminer la production de H2S; ou sur un milieu contenant du glucose, du lactose, du saccharose, du fer et de l'urée.

Tout organisme dégradant l'urée après 4 à 6 heures d'incubation est probablement un organisme du genre Proteus et peut être exclu. Un organisme produisant de l'H2S, de l'uréase ou produisant de l'acide sur la pente (fermentant le lactose ou le saccharose) peut être exclu, bien que les souches produisant de l'H2S doivent être étudiées comme appartenant potentiellement au genre Salmonella. Dans tous les autres cas, la culture obtenue sur ces milieux doit être examinée et, si elle fermente le glucose (changement de couleur dans la colonne), isolée sous forme pure. Elle peut également être examinée par un test d'agglutination sur lame avec des antisérums appropriés contre le genre Shigella. Si nécessaire, d'autres tests biochimiques sont réalisés pour vérifier l'appartenance au genre Shigella, et la motilité est également étudiée.

Les méthodes suivantes peuvent être utilisées pour détecter les antigènes dans le sang (y compris dans le CIC), l'urine et les selles: RPGA, RSK, réaction de coagglutination (dans l'urine et les selles), IFM, RAGA (dans le sérum sanguin). Ces méthodes sont très efficaces, spécifiques et adaptées au diagnostic précoce.

Pour le diagnostic sérologique, les méthodes suivantes peuvent être utilisées: la RPGA avec les tests érythrocytaires correspondants, la méthode d'immunofluorescence (modification indirecte) et la méthode de Coombs (détermination du titre d'anticorps incomplets). Un test allergique à la dysentérine (solution de fractions protéiques de Shigella flexneri et sonnei) présente également une valeur diagnostique. La réaction est prise en compte après 24 heures. Elle est considérée comme positive en présence d'hyperémie et d'un infiltrat de 10 à 20 mm de diamètre.

Traitement de la dysenterie

L'accent est mis sur le rétablissement d'un métabolisme eau-sel normal, une alimentation équilibrée, une détoxification et une antibiothérapie raisonnée (en tenant compte de la sensibilité de l'agent pathogène aux antibiotiques). L'utilisation précoce de bactériophages dysentériens polyvalents, notamment de comprimés enrobés de pectine, est efficace. Ces phages sont ainsi protégés de l'action du suc gastrique HCl; dans l'intestin grêle, la pectine se dissout, libérant les phages et déployant leur action. À titre prophylactique, le phage doit être administré au moins une fois tous les trois jours (période de survie intestinale).

Prévention spécifique de la dysenterie

Différents vaccins ont été utilisés pour créer une immunité artificielle contre la dysenterie: à base de bactéries inactivées, de vaccins chimiques ou d'alcool, mais tous se sont révélés inefficaces et ont été abandonnés. Des vaccins contre la dysenterie de Flexner ont été créés à partir de Shigella Flexneri vivant (mutant, streptomycine-dépendant) et de vaccins ribosomiques, mais leur application n'a pas été généralisée. Par conséquent, le problème de la prévention spécifique de la dysenterie reste entier. La principale solution pour lutter contre la dysenterie consiste à améliorer l'approvisionnement en eau et le réseau d'assainissement, à garantir des conditions sanitaires et hygiéniques strictes dans les entreprises agroalimentaires, notamment l'industrie laitière, dans les institutions pour enfants, dans les lieux publics et à maintenir une hygiène personnelle rigoureuse.